革兰氏染色是食品微生物检测过程中需要经常用到的染色方法,也是微生物检验员的基本功之一。通过革兰氏染色,可以了解目标细菌的革兰氏性状及菌体形状。
通过结晶紫初染和碘液媒染后,在细胞壁内形成了不溶于水的结晶紫与碘的复合物,革兰氏阳性菌由于其细胞壁较厚、肽聚糖网层次较多且交联致密,故遇乙醇脱色处理时,因失水反而使网孔缩小,再加上它不含类脂,故乙醇处理不会出现缝隙。因此能把结晶紫与碘复合物牢牢留在壁内,使其仍呈紫色;而革兰氏阴性菌因其细胞壁薄、外膜层类脂含量高、肽聚糖层薄且交联度差。在遇脱色剂后,以类脂为主的外膜迅速溶解,薄而松散的肽聚糖网不能阻挡结晶紫与碘复合物的溶出,因此通过乙醇脱色后仍无色,再经沙黄等红色染料复染,就是革兰氏阴性菌呈红色。
但是在日常的染色过程中,经常遇到一些问题,导致革兰氏染色的结果不是特别理想,小编总结了一些革兰氏染色过程需要注意的关键点,供大家参考。
在进行革兰氏染色时,我们需要使用新鲜的菌落样本,不能过度培养。常见细菌一般在营养琼脂平皿上生长24h为宜,个别生长缓慢的菌(如单增李斯特氏菌)可以培养48h。一般情况下不能使用超过48h培养的菌落。因为菌落培养时间过长,菌落里的细菌会慢慢处于衰亡期,此时细菌的活性较低,很容易出现假阴性的染色结果。同时,一般情况下也不会采用选择性平皿上的菌落进行染色,这也是由于选择性平皿中有抑菌物质,对目标菌有或多或少的抑制作用,也会导致染色结果出现错误。
做革兰氏染色的第一个关键点是控制菌量。如果用于染色的菌太少,那么在染色结束后的显微镜观察环节,视野下的菌不易寻找,或根本找不到菌;而取的菌量过多,会导致很多细菌细胞重叠在一起,存在染料无法充分染色所有的菌的情况,导致染色结果出现错误,同时密密麻麻的菌重叠在一起,也不利于镜检观察。
因此,在进行染色前,我们需要注意菌落的大小。一般情况下,如果平皿上生长的菌落为直径1mm,那么刮取一个菌落均匀的涂布到生理盐水上即可,如果菌落直径较大,可以刮取菌落的一部分进行涂布。同时在涂布时也应在生理盐水中充分研磨,使细菌和生理盐水能够充分的混合,形成均匀的菌悬液,避免菌落分布不均。
在进行目标菌固定的过程中,我们需要特别注意水分的蒸发和菌膜的形成。当目标菌涂布均匀后,需要使水分充分蒸发后将目标菌固定在载玻片上,此时的操作是在酒精灯火焰上方,快速移动载玻片,利用载玻片移动时气流和酒精灯的加热,加速水分的蒸发。此时不可用酒精灯直接加热菌悬液液滴,只能在不断的移动中使水分蒸发,这个过程宁可耗时长一些,也不可直接进行加热。在液滴边缘出现蒸干的白色区域后,就可以不用酒精灯加热,利用载玻片上的余热,将剩余水分蒸干,形成一层薄薄的半透明白色菌膜。
在进行染色时,务必要保证染色液完全覆盖整个菌膜,这样菌体才能够充分吸收各种染色液,并且需要严格的执行各种染料的染色时间,不要超时导致过度染色,也不能染色时间太短,导致染色不充分。在清洗时,也要使用流速比较缓慢的水流,避免水流直接冲击菌膜,致使菌膜从载玻片上脱落;冲洗后也应该用吸水纸将载玻片上的水分吸干,不能直接擦拭载玻片上的水分,避免意外将菌膜擦掉。
酒精脱色时间应严格把握,一般要求脱色时间为15-30秒。脱色时间过短会使脱色不彻底,使得部分革兰氏阴性菌染成革兰氏阳性;脱色时间过长会过度脱色,导致革兰氏阳性菌染成革兰氏阴性。因此需要特别注意脱色时间,一般脱色时间在30秒为宜。
以上就是小编总结的革兰氏染色操作的5个关键点,希望能对大家平时的工作有所帮助。下面分享几张革兰氏染色后的镜检图片。
金黄色葡萄球菌(革兰氏阳性菌)的镜检图片
大肠埃希氏菌(革兰氏阴性菌)的镜检图片
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